Líquido

Sep 26, 2023

Nature Communications volumen 13, número de artículo: 5035 (2022) Citar este artículo

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La hemorragia no compresible es un desafío clínico no resuelto que representa una alta mortalidad en traumatismos. Los flujos sanguíneos rápidos y presurizados en caso de hemorragia perjudican la función y la integridad de los agentes hemostáticos y la adhesión de los selladores bioadhesivos. Aquí, informamos el diseño y el rendimiento de bioadhesivos microestructurados bioinspirados, formados con un xerogel resistente macroporoso infundido con líquidos funcionales. El xerogel puede absorber rápidamente fluidos interfaciales como la sangre total y promover la coagulación sanguínea, mientras que los líquidos infundidos facilitan la unión, el sellado y la función antibacteriana de la interfase. Su sinergia permite que los bioadhesivos formen una fuerte adhesión en tejidos humanos y porcinos ex vivo y en diversas superficies diseñadas sin necesidad de compresión, así como una eliminación instantánea bajo demanda y estabilidad en el almacenamiento. Demostramos una eficacia hemostática y una biocompatibilidad significativamente mejoradas en ratas y cerdos en comparación con sus homólogos no estructurados y productos comerciales. Este trabajo abre nuevas vías para el desarrollo de bioadhesivos y selladores hemostáticos.

La hemorragia no controlada representa más del 30% de las muertes por traumatismos1,2. A pesar de los enormes esfuerzos de investigación, persisten desafíos críticos para el tratamiento de hemorragias profundas y estrechas no compresibles, que presentan flujos sanguíneos rápidos y presurizados desde los sitios de las heridas3,4. Las estrategias comunes que dependen únicamente de agentes hemostáticos, como la trombina y el caolín, para promover la coagulación sanguínea están limitadas por una velocidad de coagulación lenta y coagulopatías5. Las estrategias alternativas son los selladores bioadhesivos que bloquean físicamente el lugar del sangrado6,7,8,9,10. La eliminación de fluidos interfaciales es fundamental para la formación de adherencias y el rendimiento de sellado de los bioadhesivos11. Sin embargo, los bioadhesivos existentes son lentos e ineficaces para eliminar la sangre presurizada rápidamente en la interfaz debido a sus estructuras no porosas y nanoporosas12,13. Las situaciones en los puntos de atención y salas de emergencia imponen otros requisitos, como la facilidad de uso y la estabilidad del almacenamiento, que a menudo se pasan por alto1. Para abordar estos desafíos se requieren nuevos diseños y materiales para la hemorragia no compresible.

En la naturaleza, algunos organismos marinos se adhieren a superficies bioincrustadas con adhesivos que presentan una arquitectura microestructural y líquido infundido. Los ejemplos incluyen placas de mejillón con estructura microporosa14 y gusanos planos con canales glandulares para almacenar y administrar líquidos adhesivos (Fig. 1a)15. Estos bioadhesivos microestructurados contrastan con los bioadhesivos utilizados clínicamente, como el cianoacrilato, las colas de fibrina y los bioadhesivos a base de hidrogel, que carecen de estructuras porosas y de líquido infiltrado12,16. Los adhesivos a base de catecol, inspirados en los mejillones, forman una adhesión húmeda modesta pero tampoco imitan las estructuras porosas14. Esos diseños no estructurados/homogéneos podrían evitar fugas y beneficiar el sellado, pero a su vez, limitar la capacidad de absorber y manipular el fluido interfacial. Tal limitación es perjudicial en condiciones de hemorragia, ya que la sangre presurizada rápidamente puede eliminar los agentes hemostáticos y alterar cualquier coágulo de sangre mal formado que sea intrínsecamente frágil17,18,19. Aunque los fluidos interfaciales inhiben la adhesión de materiales, los bioadhesivos no estructurados no pueden eliminar rápidamente esos fluidos debido al lento proceso de difusión y a los grandes componentes sanguíneos, incluso si se utiliza una matriz seca y/o un líquido repelente hidrofóbico8,20. Por lo tanto, absorber y resistir los flujos sanguíneos presurizados es fundamental para las tecnologías hemostáticas en el tratamiento de hemorragias no compresibles.

a Ilustración esquemática de organismos marinos que contienen microporos interconectados para la adhesividad y el transporte de reactivos líquidos. b Esquema de LIMB adherido a sustratos expuestos a sangre. c Esquemas que muestran que LIMB puede absorber líquido interfacial, secretar líquidos funcionales y coagular sangre, proporcionando así funciones de adhesión, hemostáticas y de sellado. d Imagen confocal de LIMB marcado con rodamina (rojo) que contiene microporos, parcialmente llenos con un líquido funcional de quitosano marcado con FITC (verde). e Tamaños de la superficie y los poros internos en LIMB que contienen 2 M o 5 M PAAm. f – h Curvas de tensión-estiramiento (f), energía de fractura (g) y longitudes fractocohesivas (h) de LIMB con contenido variable de PAAm. Los valores en e, g, h representan la media ± sd (n = 40 para 2M-LIMB Surface; 20 para 2M-LIMB Internal; y 30 para 5M-LIMB Surface e Internal en e; n = 4 en g, h; El El experimento se repitió tres veces de forma independiente con resultados similares para d).

Inspirándonos en los adhesivos microestructurados de la naturaleza, aquí proponemos selladores basados ​​en bioadhesivos microestructurados con infusión líquida (LIMB) para detener la hemorragia no compresible. Dichos bioadhesivos pueden absorber y coagular rápidamente la sangre completa mientras forman una fuerte bioadhesión, sin necesidad de compresión, para resistir la presión arterial y sellar los sitios de sangrado (Fig. 1b-d). Se forman mediante la infusión de un xerogel hemostático macroporoso con líquidos funcionales, diferentes de los bioadhesivos no estructurados (NB) existentes. El xerogel hemostático es resistente, biodegradable y activo para promover la coagulación sanguínea; sus macroporos potencian la convección rápida y la eliminación eficiente de fluidos interfaciales, como la sangre entera. Los líquidos funcionales infundidos permiten adhesividad universal, función antibacteriana, estabilidad de almacenamiento y fácil implementación. Demostramos una eficacia hemostática y una biocompatibilidad significativamente mejoradas de LIMB en ratas y cerdos en comparación con sus homólogos utilizados clínicamente. LIMB también se puede eliminar instantáneamente a pedido sin causar un nuevo sangrado.

Los criterios de diseño de LIMB incluyen: (i) La matriz debe contener macroporos (~100 µm) que excedan las dimensiones de los componentes sanguíneos como los glóbulos rojos (6–8 µm); (ii) La matriz debe ser resistente para tolerar los poros y seca para absorber el fluido interfacial espontáneamente; (iii) El líquido infundido debe facilitar una fuerte unión interfacial para la bioadhesión y permanecer estable dentro de la matriz para uso y almacenamiento repetitivos. Siguiendo estos criterios de diseño, sintetizamos y probamos un xerogel resistente macroporoso como matriz LIMB. El xerogel modelo se forma con poliacrilamida reticulada covalentemente (PAAm) y quitosano21 físicamente reticulado, mediante liofilización; tenga en cuenta que el PAAm está reticulado con metacrilato de gelatina (GelMA) que es enzimáticamente degradable22,23,24. El PAAm proporciona una red elástica, mientras que el quitosano físicamente reticulado puede disipar energía bajo deformación. El xerogel después de la liofilización se seca y se infunde parcialmente con un líquido adhesivo funcional, que comprende quitosano, N-(3-Dimetilaminopropil)-N′-etilcarbodiimida (EDC) y N-hidroxisuccin-imida (NHS), para facilitar la formación de enlaces amida con tejidos (Figura complementaria 1). Dependiendo de las necesidades de aplicaciones específicas, el líquido infundido también puede contener otros componentes funcionales, por ejemplo, un agente antibacteriano para evitar infecciones bacterianas. Los productos se implementan o almacenan inmediatamente a -80 °C antes de su uso.

Para cumplir con el primer criterio de diseño, diseñamos la microestructura de LIMB optimizando la concentración del polímero y las condiciones de gelificación. Aunque fijamos el quitosano al 1,5 % p/v, variamos las concentraciones de PAAm de 0,5 M (2,1 % p/v) a 5 M (21 % p/v); los productos resultantes se denominan "xM-LIMB" según la concentración de x M PAAm. Las imágenes de microscopía electrónica de barrido (SEM) revelan las superficies y estructuras internas de los xerogeles resultantes, lo que confirma la presencia de macroporos interconectados dentro de LIMB después de la congelación y liofilización a -20 ° C (Figura complementaria 2a). El tamaño de poro de 2M-LIMB es ~ 200 µm y de 10 a 50 veces mayor que el de 5M-LIMB (Fig. 1e), lo que indica una relación inversa entre la concentración de PAAm y el tamaño de poro. La estructura porosa de 2M-LIMB es uniforme en toda la matriz, mientras que 5M-LIMB contiene poros superficiales mucho más pequeños que los del volumen (Fig. 1e). Es de destacar que la vista de la sección transversal muestra una separación de fases no homogénea en el centro de 5M-LIMB (Figura complementaria 2b). Estos hallazgos se atribuyen a la alta rigidez y contenido sólido de 5M-LIMB y al rápido enfriamiento en la superficie, lo que limita el crecimiento de cristales de hielo y el tamaño de poro resultante.

Las estructuras macroporosas suelen ser vulnerables a la ruptura, pero podrían evitarse mediante una matriz resistente e insensible a los poros25,26. Para probar este punto, realizamos pruebas de corte puro para caracterizar la dureza y la sensibilidad de los poros de LIMB. Después del equilibrio en solución salina tamponada con fosfato (PBS), LIMB exhibe una alta energía de fractura> 1500 J m-2 y una gran deformabilidad (límite de estiramiento> 6) (Fig. 1f, g y Fig. complementaria 3). La alta tenacidad también se confirma con grandes bucles de histéresis en pruebas de tracción cíclicas de hasta 210% de deformación (Figura complementaria 4). La propiedad disipativa se mantiene incluso cuando LIMB está parcialmente deshidratado. Estas propiedades superan a los tejidos/órganos blandos como cartílagos y vasos sanguíneos, así como al adhesivo resistente completamente hinchado en trabajos anteriores12,27,28. El rendimiento mecánico del xerogel se atribuye a su diseño de doble red, donde los enlaces de hidrógeno disipan una energía sustancial y resisten la hinchazón21,25.

Para cuantificar aún más la sensibilidad a los poros como defectos, estimamos la longitud crítica de la sensibilidad a los defectos dividiendo la tenacidad a la fractura (Γ) por el trabajo para fracturar (\({W}_{f}\), el área bajo la tensión nominal -curva de estiramiento)29. La longitud crítica de LIMB es ~ 5 mm (Fig. 1h), más de un orden de magnitud mayor que el tamaño de los macroporos incorporados. Los resultados implican que el LIMB es inmune a los macroporos y a la fractura, cumpliendo el segundo criterio de diseño.

Otra propiedad mecánica importante es la rigidez, que determina la conformidad de las EXTREMIDADES con las superficies de los tejidos. Como son sensibles a la hidratación, los xerogeles se infunden con diferentes cantidades de líquido adhesivo funcional para formar LIMB, que se prueban para determinar los módulos de Young. Con un 25% de hidratación (es decir, un 25% del volumen de LIMB es el líquido infundido), 2M-LIMB exhibe módulos de Young mucho más bajos (20-70 kPa) que el de 5M-LIMB (100-200 kPa) (Figura complementaria 4) . Según el criterio de Dahlquist de que los materiales blandos son más pegajosos cuando el módulo es inferior a 100 kPa30, elegimos 2M-LIMB como configuración predeterminada para una mayor investigación.

La naturaleza macroporosa y deshidratada de LIMB podría permitir y acelerar la absorción de líquido interfacial. Caracterizamos la velocidad y capacidad de absorción de fluido interfacial de LIMB y NB. LIMB absorbe líquido rápidamente debido a la succión capilar de los poros grandes en comparación con el mecanismo dominado por la difusión de los NB en estado seco o húmedo (Fig. 2a). La correlación entre el tamaño de los poros y la absorción de fluido puede entenderse según la ley de Washburn11. El tiempo que tarda LIMB en absorber el líquido interfacial viene dado por:

donde \(h\) es el espesor de la capa de fluido, \(\eta\) es la viscosidad del fluido, \(\gamma\) es la tensión superficial del fluido, \(\theta\) es el ángulo de contacto, \(\varPhi\) y \(R\) son la porosidad y el tamaño de poro de la matriz, respectivamente. Como nuestras mediciones informan \(\varPhi \propto {R}^{1/5}\) (Figura complementaria 5), ​​el tiempo para absorber el fluido aumenta con \({R}^{-7/5}\ ). La indicación de que la absorción de líquido se acelera con poros más grandes concuerda bien con nuestros resultados.

a Cinética de absorción de fluidos; b Cinética de formación de adherencias. c Difusividad efectiva de NB y LIMB. d Fotografías digitales y distribución de señales rojas que muestran EXTREMIDADES con diferente tamaño de poro superficial después de absorber sangre completa (fotos insertadas). e Imágenes SEM que muestran la EXTREMIDAD antes y después de absorber sangre completa. f Energía de adhesión en superficies expuestas a la sangre en función del tamaño de los poros de la superficie. g Cinética de coagulación de sangre total colocada en EXTREMIDAD y NB. Cuanto menor sea el valor del índice, mayor será el grado de coagulación sanguínea. h Esquemas que muestran diferentes escenarios de humectación de la superficie y el interior del hígado. i Energía de adhesión de NB y LIMB sobre la superficie del hígado seco (cápsula) y el interior del hígado húmedo (parénquima) sin aplicar presión. j Energía de adhesión sobre las superficies del hígado expuestas a la sangre sin aplicar presión. Los valores en a, b, f, g, i, j representan la media ± sd (n = 3 para a, b; n = 4 para f, i, j; n = 6 para NB y 4 para LIMB en g; El El experimento se repitió cuatro veces de forma independiente con resultados similares para e). La significación estadística y los valores de P se determinaron mediante una prueba t bilateral.

Para comparar aún más el efecto del fluido interfacial sobre la adhesión, medimos la energía de adhesión de LIMB en la carcasa de colágeno mientras variamos el espesor de PBS en la interfaz. La cubierta de colágeno imita la superficie del tejido y permite un control preciso sobre el líquido interfacial para igualar el espesor del moco para lograr relevancia fisiológica31. Encontramos que el tiempo para iniciar la adhesión (\({t}_{{{{{{\rm{ad}}}}}}}\)) está dentro de los 15 s para LIMB, dado el espesor del fluido interfacial (\ ({H}_{{{{{\rm{if}}}}}}}\)) de ~250 μm; cuando \({H}_{{{{{\rm{if}}}}}}}\) aumenta a ~750 μm, \({t}_{{{{{{\rm{ad}} }}}}}\) se prolonga a 130 s (Fig. 2b). Por el contrario, NB no forma adhesión en 420 s. A medida que la adhesión se inicia tras la limpieza del fluido interfacial, podemos estimar la difusividad efectiva con

La difusividad de LIMB es ~4.2\(\times\)10−9 m2/s, que es 30 veces mayor que la de NB (Fig. 2c).

Como la sangre total se diferencia de otros fluidos corporales en términos de células sanguíneas y capacidad de coagulación, estudiamos las interacciones físicas y hemostáticas entre las EXTREMIDADES y la sangre. Primero examinamos la capacidad de absorción de sangre en función del tamaño de los poros de la superficie. Como era de esperar, 2M-LIMB con poros más grandes absorbe toda la sangre, mientras que 5M-LIMB absorbe solo plasma debido a las interacciones estéricas entre los poros pequeños y las células sanguíneas. Este hallazgo está respaldado por la comparación de la señal roja, un indicador de glóbulos rojos (RBC), entre las dos condiciones analizadas (Fig. 2d). Las imágenes SEM revelan que los glóbulos rojos se encuentran en 2M-LIMB en toda la profundidad de la matriz porosa (Fig. 2e y Fig. 6 complementaria). Un efecto posterior de la absorción de sangre se confirma por el hecho de que 2M-LIMB se adhiere mejor al hígado (Fig. 2f). Estos resultados confirman nuestra hipótesis de que los poros abiertos grandes pueden absorber eficazmente las células sanguíneas y promover la bioadhesión.

Otra ventaja de LIMB es su capacidad para promover la coagulación sanguínea cerca y dentro de la matriz LIMB. Esta capacidad de coagulación se cuantifica con un índice de coagulación sanguínea, que refleja la cantidad de glóbulos rojos libres que no están dentro de los coágulos, siguiendo un protocolo informado previamente2,32,33,34. El índice de coagulación sanguínea se correlaciona inversamente con el grado de formación de coágulos sanguíneos. Descubrimos que la coagulación se produce en cuestión de segundos tras el contacto entre la EXTREMIDAD y la sangre completa (Fig. 2g). Este fenómeno no se observa en NB, a pesar de la presencia del mismo polímero de quitosano con función hemostática conocida. De este modo contribuimos a la diferencia con la naturaleza porosa y deshidratada de la matriz LIMB, que contacta y concentra los glóbulos rojos y las plaquetas en la sangre absorbida y, por lo tanto, acelera sustancialmente la cascada de coagulación35. Además de la hemostasia, la formación de coágulos podría ayudar a obstruir los poros dentro de LIMB para evitar fugas transmembrana para el rendimiento de sellado, como se muestra más adelante. La capacidad de coagulación diferencia a LIMB de los selladores bioadhesivos que dependían únicamente de los efectos de barrera física en trabajos anteriores7,8.

Muchas superficies de tejido están sucias o cubiertas con sustancias biológicas como moco y sangre, que perjudican el rendimiento de los bioadhesivos. Tomemos como ejemplo el hígado; la parte externa, la cápsula de Glisson, puede estar cubierta de sangre en condiciones traumáticas y quirúrgicas, mientras que su parte interna, el parénquima, está cubierta por una capa de líquido intersticial viscoso (Fig. 2h). Probamos el rendimiento de bioadhesión de LIMB en estas superficies sin compresión y lo comparamos con NB (Figura complementaria 7). En la superficie de la cápsula del órgano seco, la energía de adhesión de LIMB es 2,4 veces mayor que la de NB (Fig. 2i). Se encuentra un mayor contraste en el parénquima húmedo, donde la energía de adhesión de ~40 J m-2 para LIMB es más de 4 veces mayor que ~9 J m-2 para NB. Tenga en cuenta que la adhesión más débil en el parénquima que en la cápsula del órgano probablemente se debe a que el parénquima es más frágil. Se llega a una conclusión similar cuando las superficies están manchadas de sangre. El rendimiento del NB se deteriora a medida que los componentes sanguíneos perjudican el contacto entre el NB y el tejido. No se observa tal reducción con LIMB, ya que puede absorber y eliminar la sangre de manera efectiva como se muestra arriba (Fig. 2j).

Además del hígado, LIMB puede lograr una adhesión fuerte y universal sin compresión en diversas superficies. Por ejemplo, la adhesión entre la EXTREMIDAD y la piel porcina es independiente de la presión aplicada (0-8 kPa) (Fig. 3a). Se encuentra un rendimiento de adhesión similar en otros tejidos, como la aorta humana y el corazón porcino, con o sin presión (Fig. 3b). Como demostración, LIMB forma una adhesión estable a un corazón porcino expuesto a sangre sin necesidad de compresión (Figura complementaria 8 y Película 1). Además de los tejidos, LIMB exhibe una adhesión insensible a la presión sobre hidrogeles y elastómeros (Fig. 3b). Sin presión, LIMB puede lograr una fuerte adhesión que supera a los pegamentos de fibrina y las cintas médicas (10–20 J m−2)21,27. Entre los hidrogeles probados, los hidrogeles de gelatina son demasiado frágiles para sobrevivir a la compresión para la formación de adherencias. La sólida adhesión insensible a la presión se atribuye a la estructura única de LIMB: la matriz de xerogel puede absorber espontáneamente fluidos interfaciales, formando un contacto íntimo y una fuerte unión con los sustratos con la ayuda del líquido infundido. Esta característica permite una amplia utilidad de LIMB en diversos entornos médicos y de ingeniería.

a LIMB es insensible a la presión en un rango de baja presión. b Rendimiento de adhesión en diversos sustratos con y sin aplicar presión (~60 kPa) para formar una adhesión inicial. La adhesión a la aorta humana con presión no se midió debido a la falta de disponibilidad de muestras de tejido. c Energía de adhesión en función del estado de hidratación. d El cloruro de benzalconio (BZK) como líquido funcional antimicrobiano puede permitir que LIMB tenga función antimicrobiana, como lo demuestran los ensayos LIVE/DEAD en P. aeruginosa y S. aureus. e Viabilidad y f Comparaciones de unión de células vivas entre LIMB y LIMB cargados con BZK. g Tiempo de vida media del EDC cuando se almacena en diferentes adhesivos. h El líquido infundido tiene un efecto de depósito que permite una adhesión repetible. i El líquido infundido se puede almacenar dentro de LIMB a baja temperatura para prolongar su vida útil. Los valores en a–c, e–i representan la media ± sd (n = 4 para a–c, g–i; n = 12 para e, f). La significación estadística y los valores de P se determinaron mediante una prueba t bilateral para la comparación entre dos grupos y un ANOVA unidireccional con pruebas de Tukey post hoc para la comparación entre múltiples grupos.

El rendimiento y la funcionalidad de LIMB se pueden ajustar con el líquido infundido. Como se muestra arriba, la absorción de fluidos interfaciales influye en la adhesión, planteamos la hipótesis de que la cantidad de líquido infundido o el estado de hidratación podrían mediar en el rendimiento de la adhesión de LIMB. Cargamos y probamos LIMB con diferentes cantidades de líquido adhesivo funcional (0–100%) en un corazón porcino húmedo (Fig. 3c). Para LIMB 0% hidratado, la superficie de LIMB inicialmente seca se imprima con el líquido adhesivo funcional y se aplica inmediatamente sobre el tejido. Como se esperaba, la energía de adhesión aumenta inversamente con el estado de hidratación (Fig. 3c). Se encuentra una correlación similar entre la velocidad de formación de adherencias y el estado de hidratación, donde LIMB 0% hidratado forma una adhesión instantánea con tejidos húmedos al contacto, mientras que LIMB 100% hidratado no lo hace (Figura complementaria 9). La viscosidad del líquido funcional adhesivo parece afectar el rendimiento de la adhesión, pero su papel es menos significativo en comparación con la cantidad de carga del líquido funcional (Figura complementaria 10).

El líquido infundido también puede funcionalizar LIMB. Demostramos esta posibilidad cargando LIMB con un agente antimicrobiano, cloruro de benzalconio (BZK) al 5%, para la función antibacteriana que se desea en muchos entornos quirúrgicos36 (Fig. 3d). Probamos las funciones antimicrobianas y antiincrustantes exponiendo LIMB cargado de BZK a dos bacterias patógenas modelo: P. aeruginosa y S. aureus. En comparación con el LIMB prístino, BZK-LIMB exhibe efectos de inhibición de la adhesión y de eliminación de bacterias más prominentes (Fig. 3e, f). Los resultados demuestran la adaptabilidad y modularidad de LIMB con el diseño de infiltración de líquido.

El diseño único de LIMB también ayuda a abordar importantes consideraciones traslacionales sobre usabilidad y almacenamiento. Minimizar las reacciones químicas entre el líquido y la matriz es una premisa para ampliar el tiempo de uso y prolongar la estabilidad de LIMB. Para ello, tanto la matriz como el líquido infundido de LIMB se eligen en base a quitosano (rico en amina primaria); como tal, no se produciría ninguna reacción de carbodiimida. Para probar este punto, también preparamos otro LIMB hecho de alginato (rico en ácido carboxílico) para comparar. Los LIMB a base de quitosano y alginato se cargan con el mismo líquido adhesivo funcional (quitosano, EDC y NHS) y se almacenan a 4 °C en contenedores sellados. Caracterizamos la energía de adhesión de las EXTREMIDADES en la piel porcina en función de la duración del almacenamiento. El LIMB a base de quitosano mantiene la adhesividad incluso después de 24 h (Figura complementaria 11). El aumento de la temperatura de almacenamiento tiende a reducir la estabilidad de LIMB. La energía de adhesión de LIMB almacenado a temperatura ambiente disminuye con la duración del almacenamiento, lo que puede estar relacionado con la hidrólisis de agentes adhesivos como el EDC. Sin embargo, la EXTREMIDAD almacenada mantiene una adhesividad apreciable durante 6 h (Figura complementaria 12), lo que satisface la mayoría de los procedimientos quirúrgicos. En comparación, el LIMB a base de alginato muestra una vida media mucho más corta, ya que el líquido infundido reacciona con la matriz a base de alginato mediante reacciones de carbodiimida (Fig. 3g); para NB, la pérdida de adhesividad se atribuye a la escasez de reactivos adhesivos.

Con la compatibilidad confirmada, se anticipa que LIMB mantendrá la adhesividad durante el reposicionamiento y el almacenamiento a largo plazo. Por un lado, los agentes adhesivos almacenados en macroporos pueden reponer la superficie para una adhesión repetible. Medimos la energía de adhesión uniendo el mismo LIMB 50% hidratado a hígados porcinos frescos tres veces consecutivas, imitando el escenario de reposicionamiento. LIMB mantiene una adherencia apreciable (>30 J m-2) en todas las repeticiones. Por el contrario, la energía de adhesión de NB en el tercer intento disminuye a una sexta parte de la del primer intento (Fig. 3h). Una característica tan destacada permite corregir la ubicación de LIMB para una ubicación óptima. Por otro lado, LIMB podría almacenarse durante un período prolongado a -80 °C, que se utiliza comúnmente para el almacenamiento de productos terapéuticos y químicos. La baja temperatura puede inhibir la degradación de los agentes adhesivos y mejorar aún más su estabilidad dentro de LIMB. Para probar esta posibilidad, examinamos el rendimiento de la adhesión de LIMB hidratado al 25% después del almacenamiento en cápsulas hepáticas expuestas a sangre sin aplicar compresión y descubrimos que LIMB se mantiene altamente adhesivo durante 90 días (Fig. 3i). Estos atributos colectivos respaldan la conveniencia y usabilidad de LIMB.

Combinamos una serie de pruebas in vitro e in vivo para evaluar la seguridad y eficacia de LIMB para el control de hemorragias. Aunque LIMB contiene PAAm hidrófilo, la red de quitosano físicamente reticulada puede suprimir eficazmente la hinchazón de la red híbrida. Como resultado, LIMB casi no muestra hinchazón cuando se sumerge en PBS (Fig. 4a y Fig. Suplementaria 13). La incorporación de un reticulante degradable para la red PAAm y el quitosano biodegradable hace que LIMB sea biodegradable. Se observa un perfil de degradación constante de LIMB cuando se expone a una solución enzimática que comprende lisozima y colagenasa a niveles fisiológicos (Fig. 4b). La biodegradabilidad es esencial para el uso hemostático para evitar la necesidad de remoción y cirugías secundarias23,37. También evaluamos la citocompatibilidad de LIMB según la Organización Internacional de Normalización (ISO) 10993-5: Pruebas para el estándar de citotoxicidad in vitro. Se utilizan fibroblastos de cuerdas vocales humanas inmortalizadas (hVFF). El cultivo celular in vitro muestra más del 98% de viabilidad celular durante un cultivo de 7 días, lo que demuestra la citocompatibilidad de LIMB (Fig. 4c).

una hinchazón de las EXTREMIDADES en PBS. b Peso restante del hidrogel a lo largo del tiempo cuando los hidrogeles se exponen a PBS y PBS con enzimas (colagenasa y lisozima). c Ensayo VIVO/MUERTO de células en control y EXTREMIDAD. Control: cultivo celular en una placa estándar de 96 pocillos. d Imágenes esquemáticas e histológicas que muestran los implantes y los tejidos cercanos después de 3, 7 y 28 días después de la implantación. Los LIMB utilizados aquí fueron 2M-LIMB con un 25% del volumen infundido con líquido adhesivo funcional. e Biodistribución de productos degradados de LIMB en órganos principales durante un período de 28 días. Se utilizaron LIMB marcados con FITC para mostrar fluorescencia. f Intensidad fluorescente promedio a lo largo del tiempo a partir de la biodistribución. e Esquema que muestra la medición de la presión de estallido. f Presión de estallido de la EXTREMIDAD con y sin líquido infundido. LIMB sin líquido infundido no exhibe una función de sellado notable, mientras que LIMB con líquido infundido resiste el paso del flujo a una presión de estallido razonable. g Presión de estallido de una EXTREMIDAD hidratada al 25 % con y sin respaldo rígido. Los valores en a–c, f, h, i representan la media ± sd (n = 4 para a–c, h; n = 2 animales biológicamente independientes para e, f; n = 5 para sin líquido infundido y 6 para con líquido infundido líquido en i; El experimento se repitió cuatro veces de forma independiente con resultados similares para d). La significación estadística y los valores de P se determinaron mediante una prueba t bilateral.

La biocompatibilidad in vivo de LIMB se examina mediante implantación subcutánea en ratas durante 28 días y se compara con NB. Los explantes mantienen la integridad física después de la implantación (Figuras complementarias 14 y 15). Las secciones histológicas muestran una cápsula muy delgada con raras células gigantes de tipo cuerpo extraño en la interfaz entre los tejidos y todos los implantes (Fig. 4d); no hay evidencia de inflamación activa o crónica o respuestas eosinofílicas alérgicas. De acuerdo con la prueba de citocompatibilidad, los resultados concluyen que LIMB y NB provocan respuestas de inflamación mínimas comparables in vivo. La toxicidad del EDC depende de la concentración; cuando se utiliza en concentraciones bajas, se ha descubierto que el EDC no induce toxicidad grave23,27,38,39,40 (Tabla complementaria 1). Teniendo en cuenta el fuerte efecto de adhesión y sellado del EDC, sus beneficios en el tratamiento de situaciones que amenazan la vida superan su citotoxicidad local. También vale la pena señalar que el EDC podría reemplazarse por otros agentes bioadhesivos, como la transglutaminasa41, los polisacáridos oxidados42 y los biopolímeros modificados con catecol43, que se consideran biocompatibles y capaces de unir LIMB con tejidos biológicos. LIMB como tecnología de plataforma se puede personalizar para adaptarse a una variedad de agentes adhesivos.

También investigamos la biodegradación in vivo y evaluamos la toxicidad de los productos de degradación. Mediante el uso de imágenes de biodistribución de LIMB e IVIS marcadas con FITC, trazamos la vía de eliminación de LIMB durante 28 días (Fig. 4e). Como era de esperar, el aclaramiento se produce principalmente a través del hígado y los riñones (Fig. 4f). También se observa un cambio de tamaño lento y constante (Figura complementaria 15). Tras el análisis histológico, no hay signos de toxicidad sistemática en ningún órgano importante el día 28 (Figura 16 complementaria), lo que sugiere la seguridad de LIMB para la implantación a largo plazo.

La combinación de rendimiento hemostático y de bioadhesión permite a LIMB sellar los flujos laterales y transmembrana de los fluidos corporales. Aunque la estructura macroporosa implica fugas, la infiltración del líquido funcional adhesivo dentro de LIMB podría proporcionar efectos de entrada de líquido para garantizar el sellado44,45. Para demostrar este punto, probamos la presión de estallido de LIMB en función de la infiltración de líquido. Cuando el 25% de los poros se infunde con líquido, el 25%-LIMB exhibe una alta presión de estallido a ~66 mmHg, en contraste con casi ningún sellado del LIMB sin líquido infundido (Fig. 4g, h). El sellado decente se atribuye al líquido infundido que cierra los macroporos para evitar la fuga de sangre. Cuando se prueba en tejidos cardíacos, el 25%-LIMB alcanza ~95 y ~308 mmHg de presión de estallido con y sin soporte de respaldo rígido, respectivamente, lo que muestra un excelente rendimiento de sellado (Fig. 4i). El sellado se prolonga, ya que se muestra que la unión al tejido persiste incluso después de sumergirlo en PBS durante más de 8 días (Película complementaria 2).

Evaluamos la seguridad y eficacia de LIMB en diferentes modelos animales con relevancia fisiológica en comparación con la esponja de gelatina hemostática absorbible comercial SURGIFOAM (Ethicon). Las heridas profundas con pequeñas entradas, por ejemplo, causadas por disparos de armas pequeñas limitan el contacto directo entre los hemostáticos y los vasos sangrantes46. La hemorragia no compresible resultante tiene resultados de tratamiento limitados con las tecnologías hemostáticas actuales2,32. Utilizamos un modelo de defecto de volumen de hígado de rata (4 mm de diámetro y 3 mm de profundidad) para evaluar la eficacia de LIMB como hemostato implantable para detener la hemorragia no compresible (Fig. 5a y Fig. 17 complementaria). El defecto hepático recibe EXTREMIDAD o SURGIFOAM del mismo tamaño. La eficacia hemostática de LIMB se manifiesta con una baja pérdida de sangre (99,8 mg) y un tiempo rápido de hemostasia (31,5 s). En comparación con 517,1 mg y 165,8 s para SURGIFOAM, nuestro material logra una mejora general de 5 veces en ambos criterios (Fig. 5b, c).

a Ilustración de un modelo de hemorragia no compresible con defecto volumétrico del hígado en rata sin aplicar presión. b Pérdida de sangre y c Comparación del tiempo hasta la hemostasia. d Imágenes histológicas que muestran los implantes después de 2 semanas. Los símbolos del “triángulo” apuntan a células gigantes de tipo cuerpo extraño; Los símbolos de “flecha” apuntan a los linfocitos; Los símbolos de "estrella" apuntan a los eosinófilos. e – h Comparaciones de respuestas inmunes. i Ilustración de una hemorragia por incisión profunda en el hígado de una rata. j, pérdida de sangre y k, comparaciones de tiempo hasta la hemostasia entre diferentes hemostáticos. l Comparación de la fuerza de adhesión después de la hemostasia a ~120 s. m Ilustración de una hemorragia por incisión profunda en hígado de cerdo. n Pérdida de sangre y o, comparaciones de tiempo hasta la hemostasia. Los valores en b, c, e–h, i–l, n, o representan la media ± sd (n = 4 para b, c; n = 6 para SURGIFOAM y 7 para LIMB en e–h; n = 5 para Gauze , Combat Gauze, y LIMB y 6 para NB en j, k; n = 6 para NB y 4 para LIMB en l; n = 7 para Gauze y 6 para LIMB en n, o; muestras independientes). La significación estadística y los valores de P se determinaron mediante la prueba t bilateral para b, c, e – h, i – l y la prueba t unilateral para n, o.

Además de la respuesta aguda, se evalúa la biocompatibilidad a largo plazo in vivo examinando los materiales implantados durante 2 semanas después de la hemostasia (Fig. 5d). Se utilizan cuatro métricas de posibles respuestas inmunes, incluido el grosor de la cápsula fibrótica (FC), la densidad de células gigantes para reacciones a cuerpos extraños, la densidad de linfocitos para respuestas inflamatorias y la densidad de eosinófilos para respuestas alérgicas. El análisis estadístico corrobora una ventaja considerable de LIMB sobre SURGIFOAM en todas las métricas medidas. Más específicamente, LIMB induce una FC delgada (~53 µm), reacciones muy leves a cuerpos extraños, inflamación mínima y respuestas alérgicas. En comparación, SURGIFOAM produce una FC espesa (~431 µm) y un alto grado de respuestas inflamatorias y de cuerpo extraño; la respuesta alérgica es moderada pero significativamente mayor que la de LIMB (Fig. 5e-h). En general, LIMB demuestra ser muy prometedor para su uso como hemostáticos implantables para detener hemorragias no compresibles.

Además, probamos LIMB para tratar la hemorragia por incisión profunda. Se utilizan modelos de incisión de hígado de rata y de cerdo; Para comparar, se incluyen NB, gasa estándar y una gasa Combat Gauze (QuickClot) disponible comercialmente. Los hemostáticos se colocan de manera constante en los sitios de sangrado y no se exponen a presión para probar la hemostasia insensible a la presión43. Para el modelo de rata, se crea una incisión de 7 mm de longitud y 3 mm de profundidad en el hígado. La pérdida de sangre resultante es significativamente menor para LIMB en comparación con otros hemostáticos, incluidos NB, gasa estándar y Combat Gauze (Fig. 5i, j y Fig. complementaria 18). Debido a la apariencia translúcida, es difícil medir el tiempo exacto hasta la hemostasia de la EXTREMIDAD. Todos los LIMB probados detienen el sangrado dentro de los 120 s del punto de control y son mucho más rápidos que otros productos (Fig. 5k). Utilizamos una prueba de "desprendimiento" para medir la fuerza de adhesión de LIMB al hígado sangrante a ~120 s, antes de la formación de enlaces químicos. LIMB se fija de forma segura al hígado herido basándose únicamente en la succión capilar, lo que muestra una fuerza de adhesión significativamente mayor que NB (Fig. 5l). La formación de adherencias indica que LIMB eliminó con éxito la sangre interfacial. Para el modelo de cerdo, se crea una incisión de 15 mm de longitud y 10 mm de profundidad en el hígado (Fig. 5m y Fig. 19 complementaria). La pérdida de sangre promedio para la gasa y la EXTREMIDAD es de 69,5 y 17,1 ml, respectivamente (Fig. 5n). También observamos el tiempo hasta la hemostasia dentro de un tiempo límite de 10 minutos para ambos grupos. Los eventos de hemostasia exitosos se indican con puntos y los eventos de hemostasia fallidos con cruces (Fig. 5o); 4 de cada 6 lesiones porcinas tratadas con LIMB dejan de sangrar en 10 minutos, pero sólo 2 de 7 lesiones tratadas con gasa simple tienen éxito. La tasa de hemostasia exitosa es del 66,7% para LIMB y del 28,6% para gasa, una mejora de más de 2,3 veces. Los resultados combinados demuestran la eficacia de LIMB para detener hemorragias profundas por incisión.

LIMB se puede eliminar de forma instantánea y segura según demanda, lo cual es una necesidad insatisfecha para los bioadhesivos existentes. La adhesión de LIMB contiene dos etapas. En la primera etapa, aproximadamente los primeros 2 minutos después de la colocación, la adhesión proviene principalmente de la succión capilar de los poros secos de LIMB. Estas interacciones físicas se pueden desactivar fácilmente humedeciendo LIMB con solución salina (NaCl al 0,9%). Mostramos que LIMB se puede retirar de forma segura del hígado herido inmediatamente después de mojarlo (Figura complementaria 20 y Película 3). De manera similar, este método se aplica a los procedimientos de reposicionamiento, ya que generalmente se deciden en 1 a 2 minutos. LIMB se puede desprender de la superficie fácilmente humedeciendo o despegar directamente.

Más allá de este período de tiempo, LIMB aún se puede eliminar con agentes de eliminación para romper los enlaces formados en la interfaz. Los agentes de eliminación son necesarios porque los enlaces covalentes aparecen después de 2 minutos debido al EDC y se estabilizan en aproximadamente 10 minutos. Una vez que se forman los enlaces químicos, LIMB no se puede separar fácilmente del tejido simplemente humedeciéndolo (Película complementaria 4). Demostramos dos agentes de eliminación: solución de ácido acético (0,1 M) y solución de lisozima (75 mg/ml). El ácido acético puede alterar rápidamente esos enlaces e incluso disolver las redes de quitosano en la interfaz y dentro de LIMB, que son responsables de la adhesión húmeda (Película complementaria 5); tenga en cuenta que la solución de ácido acético utilizada está en una concentración baja y luego puede neutralizarse rápidamente con solución salina. Alternativamente, la lisozima actúa como tijeras para cortar las cadenas de quitosano. Después de una exposición de 10 minutos a la lisozima, la adhesión entre LIMB y el hígado herido se debilita notablemente (Película complementaria 6). Es de destacar que no observamos ningún nuevo sangrado después de la eliminación de LIMB con ácido acético o lisozima. El experimento in vitro también confirmó la eficacia de los agentes de eliminación para la eliminación de LIMB bajo demanda (Figura complementaria 21). Atribuimos este fenómeno a la capacidad de LIMB para promover la coagulación, una ventaja sobre los selladores bioadhesivos existentes que solo bloquean físicamente el sitio del sangrado.

En este artículo, hemos descrito un diseño bioadhesivo hemostático microestructurado aprovechando la arquitectura bioinspirada, los adhesivos resistentes y la infiltración de líquidos. Los bioadhesivos microestructurados resultantes pueden formar una adhesión fuerte e instantánea con superficies bioincrustadas sin necesidad de compresión. Los bioadhesivos son biodegradables, fáciles de implementar y estables para el almacenamiento a largo plazo. La funcionalidad de los adhesivos se puede ajustar fácilmente con el líquido funcional infundido. Su biocompatibilidad y eficacia hemostática superan a varios agentes hemostáticos y bioadhesivos existentes, como lo demuestra la disminución de la pérdida de sangre en hemorragias no compresibles y profundas y estrechas en modelos animales pequeños y grandes. También se pueden retirar de forma instantánea y segura según demanda. Anticipamos que el principio de diseño informado y el sistema de materiales impulsarían el desarrollo y la traducción de bioadhesivos y materiales hemostáticos para controlar la hemorragia.

Todos los productos químicos se compraron y utilizaron sin purificación adicional. Los materiales para la síntesis de hidrogeles incluyen: acrilamida (AAm, Sigma, A9099), N,N′-metilenbisacrilamida (MBAA; Sigma-Aldrich, M7279), persulfato de amonio (APS, Sigma-Aldrich, A3678), tetrametiletilendiamina (TEMED, Sigma- Aldrich, T7024), quitosano (grado de desacetilación, DDA: 95%, peso molecular medio y alto, Lyphar Biotech), alginato (peso molecular alto, I-1G, KIMICA Corporation), bicarbonato de sodio (Fisher Scientific, S233), sodio fosfato monobásico (NaH2PO4, Sigma-Aldrich, S8282), fosfato sódico dibásico (Na2HPO4, Sigma-Aldrich, S7907), ácido acético (Sigma-Aldrich, A6283), cloruro de benzalconio (BZK, Fisher Scientific, AA4133914). El metacrilato de gelatina (GelMA) se sintetizó de acuerdo con un protocolo informado previamente47 y se usó como reticulante degradable. Los materiales para experimentos de adhesión incluyen: clorhidrato de N-(3-Dimetilaminopropil)-N′-etilcarbodiimida (EDC, Sigma-Aldrich, 03450), N-hidroxisuccinimida (NHS, Sigma-Aldrich, 130672), envoltura de colágeno (Weston) y VHB. (3M). Se compraron tejidos de hígado, corazón y piel porcinos en una tienda de comestibles local. Los materiales para sintetizar hidrogeles marcados con fluorescencia incluyen: isotiocianato de fluoresceína-5 (Thermo Fisher, F1907), isotiocianato de rodamina-B (Cayman Chemical, 20653), metanol anhidro (Fisher Scientific, A412-1), filtros PES de 0,22 µm (Fisher Scientific, 13100106). ) y tubos de diálisis MWCO de 3,5 K (Fisher Scientific, PI88244).

Tanto el polvo de acrilamida como el de quitosano se disolvieron primero en ácido acético 0,2 M a 3,3 mol/l y 2,5 %, respectivamente. Se añadió GelMA a la solución de AAm-quitosano como reticulante degradable a una concentración del 0,11% p/v. Se preparó una solución gelificante para inducir la reticulación física del quitosano mezclando primero Na2HPO4 0,1 M y NaH2PO4 0,1 M en una relación de volumen de 50:3, seguido de la adición de bicarbonato de sodio hasta una concentración final de 0,306 M. Se añadió APS. a la solución gelificante a una concentración del 0,225% como iniciador. Ambas soluciones se desgasificaron, se mezclaron rápidamente en una proporción de volumen de 3:2 (solución precursora versus solución gelificante) y se vertieron en un molde de vidrio para gelificación a temperatura ambiente durante la noche.

NB se preparó por primera vez basándose en el protocolo mencionado anteriormente. Para generar poros, primero se dializó NB en agua desionizada (DI) durante 1 día para eliminar los reactivos que no reaccionaron. El xerogel 2M se completó colocando primero NB dializado en un congelador a -20 °C durante 24 h para formar cristales de hielo y luego se liofilizó. Para el xerogel 5 M, se aplicó el mismo procedimiento, excepto que la concentración inicial de acrilamida en la solución precursora fue 8,3 M. Para el xerogel 0,5 M, tanto el polvo de acrilamida como el de quitosano se disolvieron primero en ácido acético 0,2 M a 0,83 mol/L. y 2,5%, respectivamente. Se añadió GelMA a la solución de AAm-quitosano al 0,11% p/v. Luego se añadió TEMED a la solución de polímero en una concentración del 0,5%. Se disolvió APS en agua desionizada a una concentración del 0,625% para formar la solución iniciadora. Las soluciones se enfriaron a 4°C para ralentizar la polimerización antes de congelarlas. Luego, las soluciones se mezclaron rápidamente en una proporción de volumen de 3:2 (solución precursora frente a solución iniciadora) y se vertieron en un molde de vidrio preenfriado (-20 °C). Después de un período de incubación de 24 h a -20 °C, los geles se sacaron del molde y se descongelaron en una solución de bicarbonato de sodio 0,306 M preenfriada (4 °C). Luego, los geles se dializaron primero en agua desionizada durante 1 día para eliminar los reactivos que no reaccionaron antes de la liofilización para formar el xerogel para el uso de la matriz LIMB.

El xerogel a base de alginato se preparó en primer lugar disolviendo polvos de acrilamida y alginato en agua desionizada para alcanzar una concentración de 2 mol/L y 2,256 %, respectivamente. Se añadió MBAA a la solución de AAm-alginato en una proporción en peso de 0,0006:1 (el peso de MBAA frente a acrilamida) para formar la solución precursora. Se preparó una solución gelificante disolviendo 6,87% de CaSO4 y 3,58% de APS en agua desionizada. Luego, el precursor del polímero y la solución gelificante se transfirieron a dos jeringas por separado. La relación en volumen de la solución precursora a la solución gelificante fue de 24:1. Ambas soluciones fueron desgasificadas dentro de las jeringas antes de su uso. Se añadió TEMED a la jeringa precursora desgasificada en una proporción en peso de 0,0028:1 (el peso de TEMED frente a acrilamida) antes de mezclar. Las dos soluciones se mezclaron rápidamente con un conector de jeringa y se vertieron en un molde de vidrio. Luego, el hidrogel reticulado se transfirió a un congelador a -20 °C durante 24 h y luego se liofilizó durante al menos 48 h para formar xerogel de alginato.

Para obtener el líquido funcional adhesivo, primero se disolvió quitosano al 2 % en ácido acético 0,14 M hasta un pH final de 5. La solución se agitó durante la noche antes de su uso. Luego se añadieron EDC y NHS a la solución de quitosano, cada uno a 20 mg/ml. Para obtener el líquido funcional antibacteriano, se disolvió BZK al 5 % en agua y se agitó durante la noche para producir una solución transparente a temperatura ambiente.

LIMB se preparó mediante la infusión de un líquido funcional en un xerogel. Específicamente, primero se aplicó el líquido funcional a un lado del xerogel a temperatura ambiente. El volumen del líquido funcional se controló con precisión para una determinada fracción de volumen del xerogel. Se utilizó un aplicador, como una punta de pipeta, para distribuir uniformemente el líquido funcional sobre la superficie del xerogel. El líquido funcional se absorbió espontáneamente en el xerogel sin intervención. Después de 5 a 10 minutos, LIMB estaba listo para usar o se transfirió a un congelador a -80 °C para almacenamiento a largo plazo.

En total, primero se preparó 1% en peso de quitosano disolviendo quitosano en ácido acético 80 mM. La solución se esterilizó a través de filtros PES de 0,22 mm antes de su uso. Se añadió un volumen igual de metanol anhidro a la solución de quitosano filtrada y se agitó durante 3 h a temperatura ambiente. La mezcla se desgasificó antes de su uso. La rodamina B y el FITC se disolvieron en metanol anhidro a 2 mg mL-1 y 1 mg mL-1, respectivamente. La solución de tinción se añadió a la mezcla de quitosano/metanol gota a gota con agitación. La concentración final de tintes fluorescentes en el medio de reacción se controló para dar el marcador al residuo de D-glucosamina en una proporción de 1:50. La reacción duró 18 h para el quitosano marcado con rodamina B y 1 h para el quitosano marcado con FITC en la oscuridad a temperatura ambiente. Luego, se usó una solución de NaOH (1 mol/L) para precipitar el quitosano de la solución. Los precipitados se recogieron y se dializaron frente a agua desionizada durante 4 días.

Se tomaron imágenes de la estructura porosa de las muestras utilizando un microscopio electrónico de barrido de emisión de campo (F50, FEI) con varios aumentos. Los LIMB se recubrieron con Pt de 4 nm utilizando un recubridor por pulverización catódica de alta resolución (ACE600, Leica) para aumentar la conductividad de su superficie. El tamaño de los poros se analizó midiendo al menos 20 poros para cada tipo de muestra utilizando la herramienta de medición en ImageJ. La porosidad se calculó transformando primero las imágenes SEM en imágenes binarias y dividiendo el número de píxeles blancos por el número de píxeles negros. Para obtener imágenes de las muestras después de la absorción de sangre, las muestras primero se deshidrataron usando un secador de punto supercrítico de CO2 (CPD030, Leica) para preservar la morfología original antes de la obtención de imágenes SEM.

La tenacidad a la fractura de los hidrogeles se midió mediante pruebas de corte puro. Se pegaron un par de muestras (ancho de 80 mm, espesor de 1,5 mm) a abrazaderas acrílicas rígidas para cada prueba. Una muestra no tenía muescas y la otra tenía muescas en los bordes. La altura (\(H\)) de la muestra (es decir, la distancia entre las dos abrazaderas acrílicas) fue de 5 mm. La muestra sin muescas fue extraída por una máquina Instron (Modelo 5965) con una celda de carga de 1 kN a una velocidad de deformación de 2 min-1 para medir la curva tensión-estiramiento (\(S-\lambda\)). Para la muestra con muescas, se introdujo una longitud de muesca de ~ 30 mm en un borde de la muestra mediante una hoja de afeitar. La muestra con muescas se estiró hasta su ruptura para obtener un estiramiento crítico (\({\lambda }_{{{{{\rm{c}}}}}}}\)). Siguiendo trabajos anteriores48,49, la energía de fractura se calculó a partir de la curva \(S-\lambda\) de la muestra sin muescas mediante

Para medir el comportamiento de tracción bajo carga cíclica, los xerogeles se cortaron en tiras de 35 mm de largo, 5 mm de ancho y 1,5 mm de espesor, y se probaron con una máquina Instron (celda de carga de 10 N). La tasa de desplazamiento fue de 100 mm min-1. La tensión nominal (de ingeniería) se obtuvo dividiendo la fuerza por el área de la sección transversal inicial. La deformación nominal (de ingeniería) se obtuvo dividiendo el cambio de longitud por la longitud original.

Los adhesivos y sustratos se cortaron en tiras de 80 mm de largo, 15 mm de ancho y 1,5 mm de espesor. En algunas circunstancias, se dispensaron uniformemente 150 µl de sangre entera de conejo sobre los sustratos. Los adhesivos se pusieron en contacto con varios sustratos, se incubaron durante 30 minutos a temperatura ambiente o 4 °C en un recipiente sellado y luego se probaron con pruebas de pelado usando una máquina Instron (celda de carga de 10 N o 1 kN). Se pegaron películas rígidas de polietileno (PET) (100 µm de espesor) a la parte posterior del sustrato y a los adhesivos, respectivamente, utilizando superpegamento (Krazy Glue) antes de la prueba. Para las pruebas de pelado de 90°, la velocidad de desplazamiento fue de 50 mm min-1. La energía de adhesión de la muestra se calculó dividiendo la fuerza promedio en la meseta (\({F}_{{{{{\rm{avg}}}}}}}\)) por el ancho de la muestra:

Para las pruebas de pelado en T, la tasa de desplazamiento fue de 100 mm min-1. La energía de adhesión de la muestra se calculó dividiendo dos veces \({F}_{{{{{{\rm{avg}}}}}}}\) por el ancho de la muestra:

Para las pruebas de adhesión que involucran a la aorta humana, las muestras fueron proporcionadas por Transplant Québec después de la aprobación del comité de ética de McGill. Se extrajeron un total de 4 muestras de aorta torácica descendente de dos donantes de órganos. Un donante fue un varón de 66 años con 86 kg de peso y 162 cm de altura. La causa de la muerte fue un traumatismo craneoencefálico. El donante estaba sano y sin enfermedad. El otro donante fue un varón de 47 años con 92 kg de peso y 188 cm de altura. La causa de la muerte fue un derrame cerebral.

La cinética de hinchamiento de LIMB, NB y NB seco (secado al aire) se midió colocando las muestras en la superficie de un depósito de agua con una sola superficie en contacto con el líquido. El tiempo de contacto varió de 1 a 7200 s a temperatura ambiente. La absorción de agua por peso de muestra se calculó mediante \(\frac{{m}_{1}-{m}_{0}}{{m}_{0}}\), donde \({m}_{ 1}\) es la masa de la muestra medida después de la absorción y \({m}_{0}\) la masa de la muestra inicial.

La cinética de adhesión de NB y LIMB hidratado al 25% se caracterizó utilizando una configuración de corte por vuelta modificada. En primer lugar, tanto los adhesivos como la carcasa de colágeno se pegaron sobre un soporte rígido de PET. Luego se recubrió uniformemente PBS sobre la cubierta de colágeno sobre una superficie plana para formar una capa de barrera líquida. Se reservó una grieta inicial de 1 mm en la parte frontal del área de superposición uniendo un trozo de parafilm delgado al colágeno antes de agregar PBS. El espesor del PBS fue controlado por el volumen del líquido. Luego se puso en contacto el adhesivo con soporte con la envoltura de colágeno cubierta con la capa de barrera líquida sin aplicar ninguna presión. El área de superposición (ancho x largo) del adhesivo y la carcasa de colágeno se controló para que fuera de 20 x 20 mm2. En un tiempo predeterminado, se realizó la prueba de corte por vuelta para medir las curvas de fuerza lineal \(F\) (fuerza de carga/ancho) y deformación nominal \(\varepsilon\) (desplazamiento/longitud). La energía de adhesión se calculó utilizando

donde \({\varepsilon }_{{{\max }}}\) es el desplazamiento en el que \(F\) alcanzó el máximo.

El ensayo del tiempo de coagulación se realizó según un protocolo previamente informado2,32,33,34. Este ensayo se basó en el hecho de que los glóbulos rojos dentro de un coágulo son menos propensos a romperse en condiciones hipertónicas en comparación con los glóbulos rojos libres debido a sus cambios de forma durante la coagulación50. LIMB y NB se prepararon en formas cilíndricas con una altura de 5 mm y un diámetro de 10 mm. Se añadió a la muestra en un tubo de centrífuga un volumen de 50 μl de sangre completa humana recalcificada (8 μl de CaCl2 0,2 ​​M añadidos por cada 100 μl de sangre humana, adquirida en BioIVT). Cada muestra reaccionó con sangre durante 15, 30, 60, 90, 120 y 150 s. Luego se añadió agua desionizada de 10 ml para detener la reacción y disolver la hemoglobina de los glóbulos rojos libres. Un control negativo que comprendía 50 µl de sangre completa recalcificada en un tubo de centrífuga proporcionó un valor de referencia. El contenido de hemoglobina en la solución se midió mediante la absorbancia del sobrenadante a 540 nm usando un lector de microplacas (Synergy HTX, Agilent). Se realizaron seis réplicas para cada condición. El índice de coagulación sanguínea (BCI) se calculó mediante la ecuación:

donde \({I}_{s}\) es la absorbancia de la muestra, \({I}_{r}\) es la absorbancia del valor de referencia (control negativo) y \({I}_{ 0}\) es la absorbancia del agua DI.

La citotoxicidad de la matriz LIMB se evaluó utilizando fibroblastos de cuerdas vocales humanas inmortalizadas, siguiendo la Organización Internacional de Normalización (ISO) 10993-5: Pruebas de citotoxicidad in vitro. Por cada 200 mg de matriz LIMB, se añadió 1 ml de medio Eagle modificado por Dulbecco (DMEM) para la extracción. Mientras tanto, se sembraron 20.000 células por pocillo en una placa de 96 pocillos. Los extractos, después de un período de incubación de 24 horas, se recolectaron y suplementaron con 1% de aminoácidos no esenciales, 1% de penicilina-estreptomicina y 10% de suero bovino fetal. Luego se reemplazó el medio de cultivo dentro de la placa de 96 pocillos con los extractos de la matriz LIMB suplementados. Se utilizó DMEM prístino completo como control. Luego, las células se cultivaron durante 24 h dentro de una incubadora, en un ambiente a 37 °C, 95% de humedad relativa y 5% de atmósfera de CO2. La viabilidad celular se evaluó utilizando un kit de viabilidad Live/Dead (Invitrogen, L3224), siguiendo el protocolo del fabricante. Para la investigación se utilizó microscopía de barrido láser confocal (Zeiss, LSM710). Las células vivas se visualizaron en verde y las muertas en rojo.

Todas las muestras de LIMB se prepararon del mismo tamaño y se pesaron el día 0. Después de eso, se añadió una solución enzimática que constaba de 50 µg/ml de colagenasa (MP Biomedicals, 1951091), 50 µg/ml de lisozima (MP Biomedicals, 100831) y 0,01 %. A los geles se añadió azida sódica (NaN3, Sigma, S2002) en PBS. Las muestras se incubaron a 37 °C con estimulación mecánica suave a 75 rpm durante 35 días. La solución enzimática se cambió cada dos días. A intervalos de tiempo predeterminados, se eliminó la solución de enzima. Luego, las muestras se lavaron tres veces (5 minutos cada lavado) con agua desionizada. Luego se liofilizaron las muestras y se midió el peso seco del polímero restante. La proporción restante del polímero se calculó dividiendo el peso seco del polímero restante por el peso seco inicial de los geles.

Los LIMB se prepararon primero en forma de disco (5 mm de diámetro y 1,5 mm de altura) y luego se sumergieron completamente dentro de PBS en una placa de Petri sellada. Las muestras se incubaron a 37 °C con estimulación mecánica suave a 75 rpm durante 7 días. La relación de hinchamiento se calculó dividiendo el diámetro medido por el diámetro de los geles iniciales en estado seco.

Los LIMB se prepararon primero infundiendo diferentes cantidades de líquido adhesivo funcional en xerogeles y se mantuvieron dentro de una bolsa sellada. Luego, los LIMB se almacenaron a temperatura ambiente o se transfirieron a un refrigerador a 4 °C o a un congelador a -80 °C, según las condiciones de almacenamiento de la prueba. Después de un período de almacenamiento predeterminado, se sacaron los LIMB de la bolsa y se probó su adhesión. En caso de almacenamiento a -80 °C, los LIMB se dejaron descongelar a temperatura ambiente dentro de la bolsa durante 5 minutos antes de su uso. No se utilizó compresión durante la preparación de la muestra para las pruebas de pelado.

En este estudio se utilizaron Pseudomonas aeruginosa gramnegativa (PAO1) y la bacteria grampositiva Staphylococcus aureus (ATCC 25923) como cepas bacterianas modelo. Primero se prepararon cultivos bacterianos frescos en agar nutritivo a partir de reservas de glicerol a -80 °C. Luego se prepararon suspensiones bacterianas transfiriendo colonias individuales de placas de agar a caldo Luria-Bertani e incubando el medio a 37 °C y 200 rpm. Una vez que las bacterias alcanzaron la fase de crecimiento exponencial, se recolectaron y centrifugaron a 4000 × g (Thermo Scientific, Heraeus Multifuge X3R). Después de descartar el sobrenadante, las células se suspendieron en PBS. La densidad óptica de las bacterias a 600 nm (OD600) se ajustó a 0,2 utilizando un espectrofotómetro UV (Thermo Scientific, Biomate 3S). La propiedad antimicrobiana se evaluó incubando las muestras en 2 ml de suspensiones bacterianas en una placa de microtitulación de 12 pocillos durante 30 minutos. Se probaron la matriz LIMB prístina y LIMB infundido con una solución de BZK al 5 % en agua. Posteriormente, las muestras se enjuagaron suavemente con PBS nuevo para eliminar las células ligeramente adheridas. Luego se analizó la viabilidad de las células que permanecieron adheridas a las muestras agregando tinciones BacLight (Molecular Probes) preparadas según el protocolo del fabricante. El kit BacLight contiene SYTO 9, que produce un color verde fluorescente (excitación 483 nm/emisión 503 nm) en células con membranas intactas (células vivas), y yoduro de propodeo, que da un color rojo fluorescente (excitación 535/emisión 617 nm) a las células. con membranas comprometidas (células muertas/moribundos). Después de 15 minutos de incubación en presencia de tinciones, las muestras se observaron bajo un microscopio de barrido láser confocal (Zeiss, LSM710) y se adquirieron al menos 12 imágenes para cada sustrato en varias ubicaciones. El porcentaje de viabilidad de las bacterias se calculó dividiendo el número de células vivas por el número total de células.

Fabricamos una cámara de explosión siguiendo la norma ASTM F2392: método de prueba estándar para la resistencia al estallido de selladores quirúrgicos. Se recortó tejido de corazón porcino en círculos (30 mm de diámetro, espesor de aproximadamente 2 mm). Luego se creó un orificio de 3 mm de diámetro en el centro de la muestra de tejido circular utilizando un punzón de biopsia. Los xerogeles se prepararon en forma de disco (15 mm de diámetro, 1,5 mm de espesor). Para LIMB con respaldo, se adhirió una película circular de PET (100 µm de espesor) a un lado del xerogel usando superpegamento. El líquido funcional adhesivo se infundió primero en xerogel (25% hidratado) para formar LIMB. Para iniciar el sellado, la EXTREMIDAD y los tejidos defectuosos se pusieron en contacto para cubrir completamente el área defectuosa, sin aplicar compresión. Las muestras se mantuvieron a 4 °C durante la noche en un ambiente humidificado antes de realizar la prueba. Durante la prueba, se utilizó una jeringa para alimentar agua a la cámara de rotura y alcanzar el defecto. Se conectó un manómetro al tubo de alimentación para controlar la presión hidráulica. La presión máxima que provoca la fuga de agua o la explosión a través del defecto se utilizó como presión de explosión.

Este experimento fue aprobado por el Comité de Cuidado de Animales de la Universidad McGill (Protocolo # 2019-8098) y se realizó de acuerdo con las pautas del Consejo Canadiense de Cuidado de Animales. El tamaño de la muestra de los experimentos con animales se elige sobre la base de la literatura publicada sobre evaluaciones similares8,22,33. Se utilizaron ratas hembra Sprague Dawley (250–300 g, Charles River Laboratories) para todos los estudios in vivo con ratas. Antes de la implantación, tanto los NB como los LIMB (25% hidratados con el líquido funcional adhesivo) se prepararon en forma de disco utilizando técnicas asépticas. El tamaño era de 5 mm de diámetro y 2 mm de espesor. Para la implantación en el espacio subcutáneo dorsal, las ratas fueron anestesiadas con isoflurano (4% de isoflurano en oxígeno) en una cámara de inducción. La anestesia se mantuvo con isoflurano al 2% utilizando un cono nasal durante la cirugía. Se inyectó por vía subcutánea un volumen de 1 ml de solución salina. Se eliminó el pelo y se colocó a las ratas sobre una almohadilla térmica durante la cirugía. Se accedió al espacio subcutáneo mediante una incisión cutánea de 1 cm por implante en la espalda de la rata. Se realizó una disección roma desde el punto de incisión hacia los omóplatos de la rata para crear un espacio subcutáneo para la implantación. Se implantaron NB y LIMB en los espacios subcutáneos. Se colocaron hasta cuatro implantes por rata. Las incisiones en la piel se cerraron con suturas. Los días 3, 7 y 28, las ratas fueron sacrificadas mediante inducción de isoflurano al 5% seguida de inhalación de CO2. Las regiones subcutáneas de interés se extirparon y se fijaron en una solución de paraformaldehído al 4% durante 48 h para el análisis histológico.

Para la biodegradación in vivo, se utilizaron LIMB marcados con FITC para obtener imágenes de biodistribución. Durante la recolección de muestras para el experimento de biocompatibilidad, se recolectaron al mismo tiempo los órganos principales (hígado, riñón, pulmón, corazón y bazo) de ratas y se tomaron imágenes usando un espectrofluorofotómetro IVIS para mostrar la vía de eliminación.

Este experimento fue aprobado por el Comité de Cuidado de Animales de la Universidad McGill (Protocolo # 2019-8098) y se realizó de acuerdo con las pautas del Consejo Canadiense de Cuidado de Animales. Para el sellado hemostático de la lesión hepática volumétrica, las ratas fueron anestesiadas con isoflurano (4% de isoflurano en oxígeno) en una cámara de inducción. La anestesia se mantuvo con isoflurano al 2% utilizando un cono nasal durante la cirugía. Se inyectó por vía subcutánea un volumen de 1 ml de solución salina. Se eliminó el vello abdominal y las ratas se colocaron sobre una almohadilla térmica durante la cirugía. El hígado quedó expuesto mediante una laparotomía. Se realizó una lesión volumétrica en el hígado de 4 mm de diámetro y 3 mm de profundidad mediante un punzón de biopsia. Inmediatamente se insertó en la herida SURGIFOAM (Ethicon) o LIMB de forma cilíndrica de 5 mm de diámetro y 4 mm de profundidad. Se registró para cada grupo la cantidad de sangre perdida hasta que se alcanzó la hemostasia y el tiempo hasta la hemostasia. Una vez confirmado el sellado hemostático, se cerró la incisión con suturas. Dos semanas después de la implantación, las ratas fueron sacrificadas mediante inducción de isoflurano al 5% seguida de inhalación de CO2. Los hígados con los implantes se extirparon y se fijaron en una solución de paraformaldehído al 4% durante 48 h para el análisis histológico.

Este experimento fue aprobado por el Comité de Cuidado de Animales de la Universidad McGill (Protocolo # 2019-8098) y se realizó de acuerdo con las pautas del Consejo Canadiense de Cuidado de Animales. Para el sellado hemostático de la lesión hepática incisional profunda, las ratas fueron anestesiadas con isoflurano (4% de isoflurano en oxígeno) en una cámara de inducción. La anestesia se mantuvo con isoflurano al 2% utilizando un cono nasal durante la cirugía. Se inyectó por vía subcutánea un volumen de 1 ml de solución salina. Se eliminó el vello abdominal y las ratas se colocaron sobre una almohadilla térmica durante la cirugía. El hígado quedó expuesto mediante una laparotomía. Se realizó en el hígado una herida de laceración de 7 mm de longitud y 3 mm de profundidad utilizando un bisturí número 11. Inmediatamente después de limpiar la sangre con una gasa, se aplicó un LIMB, NB o un agente hemostático comercial previamente pesado en el sitio de la lesión. El hemostático se mantuvo en su lugar con la mano en algunas condiciones sin aplicar compresión a la herida. Se registró para cada grupo la cantidad de sangre perdida hasta que se alcanzó la hemostasia y el tiempo hasta la hemostasia. El tiempo de sangrado de LIMB sólo se comprobó después de 2 minutos y no antes. Después de la cirugía, las ratas fueron sacrificadas mediante inducción de isoflurano al 5% seguida de inhalación de CO2.

Este experimento fue aprobado por el Comité de Cuidado de Animales de la Universidad de Columbia Británica (Protocolo #A18–0348) y se realizó de acuerdo con las pautas del Consejo Canadiense de Cuidado de Animales. Todos los procedimientos se realizaron con los animales bajo anestesia general. Cerdas hembras (3 meses de edad, 40 a 50 kg) fueron inducidas con isoflurano al 4%, intubadas endotraquealmente y ventiladas mecánicamente a 10 a 12 respiraciones/min. La anestesia se mantuvo con isoflurano al 1-3% en combinación con propofol (2-7 mg/kg/h) y midazolam (0,4-0,7 mg/kg/h). Se colocaron catéteres intravenosos centrales largos en ambos oídos para la administración de fármacos y líquidos. Se colocó un catéter intraarterial en ambas arterias pedalas de las patas traseras para medir la presión arterial de forma invasiva, y estos catéteres se vendaron con cinta adhesiva y se vendaron en su lugar para permitir la recolección de sangre durante todo el período de recuperación. La temperatura se mantuvo entre 38,5 y 39,5 °C con una almohadilla térmica y se controló mediante una sonda de temperatura rectal. La hidratación se mantuvo con dextrosa al 1,25% en solución de isolito administrada por vía intravenosa 3 a 5 ml/kg/h.

Con el animal en decúbito dorsal se realizó una laparotomía. Se crearon laceraciones en el hígado de 1,5 cm de largo y 1 cm de profundidad utilizando un bisturí. Se aplicó suavemente una gasa simple o LIMB en el sitio de la lesión sin compresión manual adicional. La pérdida de sangre se cuantificó colocando una gasa previamente pesada en la cavidad abdominal y midiendo el cambio en la masa de la gasa. Se midió el tiempo hasta la hemostasia. El período de seguimiento duró 10 min, transcurrido el cual se utilizó compresión manual para detener definitivamente el sangrado y poder provocar lesiones adicionales al cerdo. Intentamos maximizar el número de lesiones en cada cerdo hasta tres, o hasta que la medición de la presión arterial invasiva de las arterias pedalas de las patas traseras cayera por debajo del rango normal, lo que ocurriera primero.

Las muestras de tejido fijadas se colocaron en etanol al 70% y se enviaron para procesamiento histológico y tinción H&E en el Centro de Histología de la Universidad McGill. Z.-HG, patólogo jefe de la Universidad de Columbia Británica, examinó todas las secciones histológicas. Imágenes representativas de cada grupo se mostraron en las figuras correspondientes.

Se utilizó un tamaño de muestra de N ≥ 3 para todos los experimentos. Los datos se muestran como media ± sd. El análisis estadístico se realizó utilizando ANOVA unidireccional y pruebas de Tukey post hoc para comparaciones múltiples o pruebas t de Student para comparación entre dos grupos (Prism 9). Los valores de p <0,05 se consideraron estadísticamente significativos.

Más información sobre el diseño de la investigación está disponible en el Resumen de informes de investigación de la naturaleza vinculado a este artículo.

Todos los datos que respaldan los hallazgos de este estudio están disponibles en el artículo y su información complementaria. Los conjuntos de datos sin procesar adicionales generados durante el estudio son demasiado grandes para compartirlos públicamente; sin embargo, están disponibles a través de los autores correspondientes previa solicitud razonable.

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Este trabajo fue apoyado por el Fondo de Investigación Nuevas Fronteras - Exploración (subvención NFRFE-2018-00751, JL y CK), los Institutos Canadienses de Investigación en Salud (subvención PJT-180232, JL), el Consejo de Investigación de Ingeniería y Ciencias Naturales de Canadá (subvención RGPIN-2018-04146, JL), y el Instituto Nacional de Sordera y Otros Trastornos de la Comunicación (subvenciones R01-DC018577, LM; R01-DC005788, LM; y R01-DC014461, LM). El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no necesariamente representa las opiniones oficiales de los Institutos Nacionales de Salud. Los autores agradecen a Transplant Québec que proporcionó las aortas humanas después de la aprobación del comité de ética de McGill. Los autores también agradecen a la Dra. Susan Thibeault (Universidad de Wisconsin-Madison) por proporcionar los hVFF, a la Dra. Nathalie Tufenkji (Universidad McGill) por el cultivo de bacterias, a Lih Jiin Juang (Universidad de Columbia Británica) por ayudar con el estudio en animales, a Li Li (Universidad McGill) por su ayuda en microscopía, y a Advanced BioImaging Facility (ABIF, Universidad McGill) por brindar acceso a sus instalaciones de imágenes.

Departamento de Ingeniería Mecánica, Universidad McGill, Montreal, QC, Canadá

Guangyu Bao, Qiman Gao, Mitchell Strong, Shuaibing Jiang, Zhen Yang, Zhenwei Ma, Marco Amabili, Luc Mongeau y Jianyu Li

Facultad de Odontología, Universidad McGill, Montreal, QC, Canadá

Qiman Gao

Laboratorios Michael Smith, Universidad de Columbia Británica, Vancouver, BC, Canadá

Massimo Cau, Nabil Ali-Mohammed y Christian Kastrup

Departamento de Ingeniería Química, Universidad McGill, Montreal, QC, Canadá

Amin Valiei

Departamento de Patología y Medicina de Laboratorio, Universidad de Columbia Británica, Vancouver, BC, Canadá

Zu Hua Gao

Instituto de Investigación de la Sangre, Versiti, Milwaukee, WI, EE. UU.

Christian Kastrup

Departamento de Cirugía, División de Cirugía de Traumatología y Cuidados Intensivos, Facultad de Medicina de Wisconsin, Milwaukee, WI, EE. UU.

Christian Kastrup

Departamento de Bioquímica, Facultad de Medicina de Wisconsin, Milwaukee, WI, EE. UU.

Christian Kastrup

Departamento de Ingeniería Biomédica, Facultad de Medicina de Wisconsin, Milwaukee, WI, EE. UU.

Christian Kastrup

Departamento de Farmacología y Toxicología, Facultad de Medicina de Wisconsin, Milwaukee, WI, EE. UU.

Christian Kastrup

Departamento de Ingeniería Biomédica, Universidad McGill, Montreal, QC, Canadá

Jianyu Li

Departamento de Cirugía, Universidad McGill, Montreal, QC, Canadá

Jianyu Li

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JL y GB concibieron la idea y diseñaron el estudio. GB, MS, SJ y AV llevaron a cabo los experimentos in vitro. QG, GB, MC y NA realizaron los estudios in vivo. ZM, MA y CK ayudaron con recursos y experimentos. GB, ZY, SJ, ZH.G., LM, CK y JL analizaron e interpretaron los resultados. GB y JL escribieron el manuscrito con aportaciones de todos los autores.

Correspondencia con Christian Kastrup o Jianyu Li.

La Universidad McGill ha solicitado protección de patente para los materiales y el método descritos en este documento, y GB, JL, LM, QG y MS figuran como inventores de la patente. CK, MC y NA participan en actividades de comercialización relacionadas con productos hemostáticos a través de CoMotion Drug Delivery Systems, Inc. Los autores restantes no declaran intereses en competencia.

Nature Communications agradece a Xuehong Ren y a los revisores anónimos por su contribución a la revisión por pares de este trabajo.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

Acceso Abierto Este artículo está bajo una Licencia Internacional Creative Commons Attribution 4.0, que permite el uso, compartir, adaptación, distribución y reproducción en cualquier medio o formato, siempre y cuando se dé el crédito apropiado a los autores originales y a la fuente. proporcione un enlace a la licencia Creative Commons e indique si se realizaron cambios. Las imágenes u otro material de terceros en este artículo están incluidos en la licencia Creative Commons del artículo, a menos que se indique lo contrario en una línea de crédito al material. Si el material no está incluido en la licencia Creative Commons del artículo y su uso previsto no está permitido por la normativa legal o excede el uso permitido, deberá obtener permiso directamente del titular de los derechos de autor. Para ver una copia de esta licencia, visite http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Reimpresiones y permisos

Bao, G., Gao, Q., Cau, M. et al. Los bioadhesivos microestructurados en infusión líquida detienen la hemorragia no compresible. Nat Comuna 13, 5035 (2022). https://doi.org/10.1038/s41467-022-32803-1

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Recibido: 07 de enero de 2022

Aceptado: 17 de agosto de 2022

Publicado: 26 de agosto de 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-022-32803-1

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